Отек после кастрации кролика

После проведенной кастрации самцов, особенно когда этим от случая к случаю приходится заниматься владельцам ЛПХ и КФХ, могут иметь место ряд осложнений, которые приходится в экстренном порядке устранять.

При устранении послекастрационных осложнений ветеринарным специалистам крайне важно применять препараты, предназначенные для транквилизации и обездвиживания животного. При этом к наркозу прибегают в том случае, когда животное приходится фиксировать в лежачем положении.

Рассмотрим конкретно, какие осложнения могут быть после проведенной кастрации:

Кровотечение из сосудов мошонки. Данный вид кровотечения у животного сопровождается стеканием крови в виде частых капель с внутренней поверхности мошонки. Подобное послекастрационное осложнение чаще всего встречается после кастрации жеребца. Если в течение 30 минут после кастрации кровотечение самостоятельно не прекращается, ветеринарный специалист должен приступить к его остановке. Крупное животное фиксируем в станке, помощники приподнимают соответствующую грудную конечность, при этом тазовую конечность подтягивают ремнем к столбу станка. Ветеринарный специалист при помощи пинцетов или крючков раскрывает рану мошонки, и делает торзирование кровоточащих сосудов гемостатическими пинцетами. В том случае, когда обнаружить кровоточащие сосуды не представляется возможным, ветеринарный специалист в полость мошонки вставляет на 3-4 часа стерильные марлевые тампоны, края раны на этот срок сближают одним или двумя стежками шва.

Кровотечение из артерии семяпровода. Данный вид осложнения возникает в том случае когда ветеринарный специалист разъединяет влагалищную связку в непосредственной близости к семенному канатику. Для данного осложнения характерно длительное вытекание частых капель крови с внутренней поверхности общей влагалищной оболочки. Фиксацию кастрированного животного проводим как при кровотечении из сосудов мошонки. Затем края общей влагалищной оболочки выводят пинцетом на уровень кожной раны, в полость оболочки вводим несколько стерильных марлевых тампонов, а саму рану мошонки на несколько часов сближаем 2-3 стежками узловатого шва. Иногда ветеринарному специалисту во время тщательного осмотра общей влагалищной оболочки удается обнаружить источник кровотечения, тогда кровоточащий кровеносный сосуд захватывают гемостатическим пинцетом и торзируют. В этом случае необходимость вкладывать тампоны отпадает.

Кровотечение из культи семенного канатика. Данное осложнение наиболее часто встречается при кастрации быков, в результате неправильно наложенной лигатуры на семенной канатик (слабый узел, наложение лигатуры на расширенном участке семенного канатика – на сосудистом конусе). Кастрированному животному придают боковое положение, Обработанные пальцы (или корцанг) вводят во влагалищный канал до кровоточащей культи и извлекают ее на уровень кастрационной раны. У лошади культю зажимают кровоостанавливающим пинцетом или кишечным зажимом (в крайнем случае стерильной лещеткой) и фиксируют бинтом, переброшенным через поясницу. Через сутки инструмент снимают. У остальных кастрированных животных кровоточащую культю извлекают пинцетом и накладывают на нее лигатуру.

Выпадение общей влагалищной оболочки. Данный вид осложнения обычно наблюдается при кастрации жеребцов при малом ее разрезе, что способствует образованию кармана, скоплению в нем отделяемого и свисанию из кастрационной раны. Сразу же после операции животное фиксируют в станке, выпавшую часть общей влагалищной оболочки захватываем пинцетом и иссекаем.

Выпадение культи семенного канатика возникает у кастрированного животного вследствие низкого наложения кастрационных щипцов или лигатуры, а также в результате чрезмерного вытягивания семенного канатика во время кастрации. Кастрированное животное фиксируют прочно в стоячем положении. Выпавшую часть культи семенного канатика ампутируют эмаскулятором или отсекают ножницами после предварительного наложения лигатуры.

Выпадение сальника. Выпадение сальника у кастрированного животного обычно отмечается у жеребцов. При выпадение сальника из раны обычно свисает беловато-розовая складка, которая имеет тенденцию в увеличению. Операцию по вправлению выпавшего сальника выполняют на лежащем животном и с применением хлоргидратного оглушения. Ветеринарный специалист осторожно вытягивает сальник на 5-10 см, перевязывает кетгутной нитью и на расстоянии от нее на 2 см отсекает сальник; культю вправляет пинцетом в брюшную полость. Общую влагалищную оболочку отпрепарирует от мошонки и вместе с культей извлеченного семенного канатика перекручивает на 1,5 – 2 оборота вокруг оси и накладывает лещетку, как при закрытом способе кастрации.

Наложенную лещетку снимают через 8 дней.

Выпадение кишечной петли чаще всего встречается у хряков и жеребцов. При выпадении кишечной петли кастрированному жеребцу с целью предупреждения дальнейшего выпадения кишечника в срочном порядке накладывают суспезорий из стерильного (или чистого полотенца). Сделав надплевральную блокаду по Мосину, животное наркотизируют хлоралгидратом и придают ему спинное или боковое положение. Выпавшую петлю орошают физиологическим раствором или раствором риванола 1: 1000 с добавлением 0,5% новокаина. Ветеринарный специалист выпавшую кишечную петлю осторожно вправляет и дальше поступает, как при выпадении сальника. Если кишечную петлю вправить не удается, то поступают так же, как при пахово – мошоночной грыже.

Аналогичным образом действуют и при операции хряков. Хряка фиксируют с приподнятым задом и вправляют выпавшие внутренности. Отпрепарированную общую влагалищную оболочку перекручивают вместе с семенным канатиком, перевязывают длинной лигатурой, концы которой выводят сквозь латеральный и медиальный края наружного пахового кольца. Позади лигатуры на 2 см отсекают семенной канатик, а концы лигатуры связывают, сближая края пахового кольца.

Послекастрационный отек мошонки. Отек мошонки у кастрированных самцов развивается в результате ответной реакции окружающих тканей на причиненную самцу травму.

Причиной отека мошонки, особенно когда кастрацию проводят владельцы ЛПХ и КФХ, может быть нарушение при кастрации существующих правил асептики и антисептики; кастрация грязных неподготовленных надлежащим образом самцов; содержание кастрированных животных в антисанитарных условиях, отсутствие прогулок после кастрации, когда в ране остается много крови, гиповитаминозное состояние кастрируемого животного.

Патогенез. У кастрированных жеребцов воспалительный отек мошонки начинается с развития серозного или серозно-фибринозного воспаления, которое через 3-4 дня переходит в серозно-гнойное. Воспалительный процесс у жеребца начинает развиваться там, где больше всего свернувшейся крови, мертвой ткани, после этого переходит на другие участки, захватывая рыхлую клетчатку пахового канала, развивается флегмона. Воспалительный отек, как правило, инфицируется разнообразной микрофлорой.

У самцов парнокопытных животных (быки, хряки, бараны) кастрационные раны часто инфицируются разнообразными микроорганизмами. Развитию инфекционного процесса способствует наличие в ране мертвых тканей и свернувшейся крови. Начальная реакции у парнокопытных сопровождается фибринозным воспалением, которое через 8-20 дней переходит в гнойное. В связи с выпадением фибрина и то, что кастрационная рана закрывается, у кастрированных животных создаются благоприятные условия для развития анаэробной флегмоны или абсцесса. В более тяжелых случаях у кастрированного животного возможна гангрена тканей мошонки или сепсис.

Симптомы. Необходимо иметь ввиду, что воспалительный отек после кастрации самцов – это нормальная защитная реакция организма животного. В том случае, когда происходит увеличение мошонки в 1,5-2 раза и более, а воспалительный отек распространяется на препуций, живот, у животного поднимается температура тела, в крови высокий нейтрофильный лейкоцитоз, то все это говорит об осложнение инфекцией.

У кастрированных хряков ветеринарные специалисты отмечают четыре формы осложнений, которые сопровождаются отеками мошонки – флегмону, вагиналит, вагино -фоникулит и перитонит. Ветеринарный специалист при проведение клинического осмотра выявляет симптомы присущие вышеуказанным заболеваниям.

У кастрированных быков и баранов воспалительные отеки развиваются на фоне анаэробной флегмоны.

Диагноз. Послекастрационный отек ветеринарные специалисты диагностируют по характерным симптомам; вид микроорганизмов определяют путем бактериологического исследования.

Дифференциальный диагноз. Послекастрационный отек необходимо дифференцировать от застойных отеков. Застойные отеки при пальпации – холодные, безболезненные, при надавливание пальцем ямка медленно заполняется. Воспалительному отеку присущи все признаки воспаления.

Прогноз. При активном лечение начатом в начале заболевания прогноз для животного благоприятный. Если с лечением животного запоздали, то прогноз может быть осторожным или неблагоприятным, у такого животного может развиться перитонит, сепсис.

Лечение. Образовавшуюся спайку в кастрационной ране разрушают пальцем, обработанным спиртовым раствором йода, проводим удаление экссудата и сгустков фибрина скопившихся в полости мошонки. С целью недопущения вторичных спаек, ветеринарный специалист полость кастрационной раны смазывает 5%-ной борной мазью или вазелиновым маслом с добавлением йодоформа.

Проводят курс лечения подтитрованным антибиотиком. В том случае, если не представляется возможность провести подтитровку в ветеринарной лаборатории, ветеринарные специалисты применяют антибиотики пенициллинового ряда, используя жеребцам при этом бициллин -3 или бициллин-5; для кастрированных быков, хряков и баранов применяют пенициллин в сочетании со стрептомицином поровну. Доза антибиотика на 1 кг массы тела животного рассчитывается от 15 до 20тыс. ЕД. Дополнительно внутривенно жеребцу вводят 40% раствор глюкозы с 10% -ным раствором хлористого кальция, хороший лечебный эффект получают от применения камфорной сыворотки по Кадыкову. Для десенсибилизации организма и рассасывания экссудата жеребцу внутривенно показано применение 0,25% -ного раствора новокаина приготовленного на изотоническом растворе хлорида натрия, который вводят медленно, лучше капельным путем в дозе 1мл данного раствора на 1 кг массы тела животного ежедневно в течение 3-4 дней.

Воспаление общей влагалищной оболочки

Воспаление общей влагалищной оболочки среди кастрированных животных чаще всего встречается у жеребцов, хряков и баранов.

Причиной воспаления общей влагалищной оболочки может служить: отслойка общей влагалищной оболочки во время проведения ветеринарным специалистом кастрации; в результате слишком большой инфильтрации раствором новокаина при проведении обезболивания; очень высокие и низкие разрезы; скопление свернувшейся крови; ушибы семенников с образованием соединительнотканных спаек; загрязнение полости общей влагалищной оболочки; переход с культи семенного канатика воспалительного процесса на общую влагалищную оболочку; полученный ожог настойкой йода во время кастрации.

Патогенез. В результате удаления тестикулов общая влагалищная оболочка вследствие сильного сокращения наружного кремастера иногда оттягивается кверху. Если разрезы ветеринарным специалистом были сделаны недостаточной длины, то наступает спайка листков оттянувшейся вверх общей влагалищной оболочки вследствие серозно- фибринозного или фибринозного воспаления по линии разреза мошонки. Все это приводит к образованию между листками полости, отдельной от полости раны мошонки. В этой полости начинается накапливаться экссудат, который сдавливает ткани, вызывая сильную болевую реакцию животного. При асептическом воспалении экссудат рассасывается, но если данный процесс осложняется микрофлорой, то развивается гнойное воспаление. Процесс всасывания из закрытой гнойной полости продуктов распада вызывает острую реакцию кастрированного животного.

У хряков образование в мошонке отдельной полости после кастрации бывает при небольших, низких разрезах мошонки. На месте разреза мошонки образуется серый струп, сама оболочка прорастает соединительной тканью и значительно увеличивается в объеме.

У кастрированных быков может также наблюдаться фибринозное воспаление оболочки, только с более выраженной соединительнотканной реакцией.

Симптомы. У кастрированных жеребцов в первые 5 дней или позднее после проведенной кастрации, когда рана начинает гранулироваться, наступает быстрое развитие диффузного отека. У животного происходит повышение температуры до 39,5 -40 градусов, общее состояние становиться угнетенным, анализ крови показывает нейтрофильный лейкоцитоз. При пальпации ветеринарный специалист отмечает одностороннюю или двухстороннюю горячую болезненную припухлость мошонки. При образовании в мошонке полости выделение экссудата незначительное, во время пальпации в верхней части мошонки устанавливается флюктуация. При разрыве спайки оболочки полости наблюдаем выделение большого количества экссудата. Внешне экссудат жидкий, желтого цвета, с примесью фибрина. После удаления ветспециалистом из полости мошонки экссудата общее состояние больного животного улучшается.

У хряков болезнь протекает также тяжело. При пальпации припухлость болезненная, имеет шарообразную форму. Визуально из кастрационной раны выделяется небольшое количество экссудата, который имеет гнилостный запах.

Диагноз ветспециалисты ставят на основании клинических признаков.

Прогноз. В свежих случаях прогноз благоприятный, в запущенных случаях – осторожный или неблагоприятный.

Лечение. При воспаление общей влагалищной оболочки ветеринарные специалисты проводят механическую антисептику и туалет ран 3% -ным раствором перекиси водорода. В случае образовании в мошонке полости заполненной экссудатом, ликвидируют спайки и удаляют экссудат и мертвые ткани. При повышенной температуре тела проводят курс антибиотикотерапии.

Воспаление культи семенного канатика

Воспаление культи семенного канатика чаще всего бывает у кастрированных жеребцов, хряков и баранов.

Причина. Причиной воспаления семенного канатика у кастированных самцов служит: инфицирование культи семенного канатика во время проведения кастрации животного, когда ветеринарные специалисты нарушают существующие правила асептики и антисептики; выпадение культи из раны; большая поверхность размозжения культи; наложение лигатуры или щипцов в зоне сосудистого конуса; наложение грубой лигатуры, образование гематомы в сосудистом канатике; оставление ветеринарным специалистом значительных завитков на конце культи при откручивание ветеринарным специалистом семенного канатика; осложнение грибами актиномикоза и ботриомикоза. Пониженное состояние сопротивляемости организма к различным инфекционным заболеваниям и т.д.

Патогенез. После проведенной кастрации у кастрированных животных как реакция на нанесенную механическую травму развивается асептическое воспаление. Если у кастрированного животного данный воспалительный процесс не осложняется хирургической инфекцией, то воспалительный процесс постепенно проходит. Если же происходит инфицирование культи семенного канатика, то развивается реакция организма на инфекцию. При своевременном и правильном лечении у кастрированного животного может образоваться демаркационный вал и мертвая культя отпадет у животного вместе с экссудатом. При слабом демаркационном вале хирургическая инфекция будет распространяться по продолжению, образуя при этом тромбы, очаги омертвения, абсцессы.

В тяжелых случаях воспалительный процесс у кастрированного жеребца может осложниться ботриомикозом (ботриомикоз животных), у кастрированных хряков и баранов – актиномикозом.

Симптомы. Заболевание у кастрированных животных начинается с увеличения размера семенного канатика, который при пальпации становиться очень болезненным. Припухлость семенного канатика может быть как односторонней, так и двухсторонней. Само острое воспаление канатика появляется на 3-5 день после кастрации. Кастрированное животное при клиническом исследование – угнетено, полностью или частично отказывается от корма, температура тела повышена, в крови нейтрофильный лейкоцитоз. Движение больного животного затруднено. У кастрированного жеребца через 3-4 дня ветеринарный специалист по ходу семенного канатика находит абсцессы, свищи и язвы. Семенной канатик при пальпации плотный и неподвижный. При непринятие лечебных мер может развиться перитонит.

Диагноз ветеринарный специалист ставит на основании клинических признаков болезни.

Прогноз. В свежих случаях при своевременном лечение благоприятный, в запущенных развиваются осложнения – перитонит, сепсис, метастатическая пневмония.

Лечение. Ветеринарным специалистом проводиться механическая и химическая антисептика. В свежем случае ветеринарный специалист находит культю семенного канатика, перевязывает семенной канатик в здоровой его части, а воспалившуюся часть отсекает. В хронических запущенных случаях ветврач удаляет все мертвые части и культю семенного канатика или делает разрезы в области паха и удаляет все мертвые ткани. Образовавшиеся полости промываются 3% -ным раствором перекиси водорода, в дальнейшем при проведении лечения применяются эмульсия Вишневского и другие антибактериальные препараты. Животному применяют антибиотики и другие симптоматические средства.

Источник

Автор: Мелентьев Олег Николаевич, кандидат ветеринарных наук, ветеринарный врач центра ветеринарной медицины «Ветус».

Значительные биологические особенности кроликов, отличающие их от других домашних животных, необходимо учитывать и в послеоперационный период. Кролика для восстановления после наркоза помещают на теплую подстилку или в обогреваемую клетку с теплым полом (рис. 1, 3), необходима температура около 35˚С. Как только температура тела кролика стабилизируется, и кролик сможет сидеть на лапах, обогрев необходимо уменьшить до 26-28˚С, так как кролики в таком состоянии не могут часто дышать и чувствительны к гипертермии. Отсутствие внешних раздражителей и комфортные условия внешней среды облегчают восстановление после наркоза. Только полностью пробудившегося кролика можно содержать при комнатной температуре.

Для содержания лучше всего подобрать помещение, где нет других животных и отсутствует их запах. Как только кролик восстановится достаточно для того, чтобы есть и пить, необходимо обеспечить его водой и кормом. Сразу после пробуждения и весь послеоперационный период предпочтительнее давать сено, траву, морковь. После экстракции резцов необходимо давать кролику мягкий, пюреобразный или тертый корм. Сено хорошего качества можно использовать и как подстилку для придания кролику положения на груди (рис. 2).

Хорошая техника операции, быстрота ее проведения и подходящий шовный материал уменьшают дискомфорт в области операционной раны, но в большинстве случаев требуется послеоперационная анальгезия. Оценка боли у кроликов может быть затруднена, так как они не проявляют многих признаков боли, характерных для животных других видов, а тихо сидят около задней стенки клетки, не реагируя на окружающее. Кролики чрезвычайно чувствительны к боли, особенно после операций на брюшной полости и удаления резцов. Боль и стресс стимулируют симпатическую нервную систему, снижают моторику желудочно-кишечного тракта. Снижение моторики кишечника является пусковым механизмом развития каскада неблагоприятных процессов, которые приводят к липидозу печени и смерти [2].

Определить наличие боли можно путем наблюдения за животным, но для этого необходимо близкое общение с ним до операции и знание особенностей его поведения. Такие физиологические параметры, как температура тела, частота сердечных сокращений и дыхания, под действием боли изменяются, но для определения этих параметров необходимо вытащить кролика из клетки, что уже само по себе способно вызвать их изменение. Кролики, испытывающие боль, не подходят к передней стенке клетки при виде корма. Они не ухаживают за шерстью и могут стать агрессивными по отношению к другим животным, содержащимся в этой же клетке. Боль в брюшной полости может проявляться принятием согнутого положения тела и скрежетом зубов. Иногда кролики ведут себя беспокойно, периодически подпрыгивают и крутятся по дну клетки. Следствием боли является полный отказ от корма [16].

Анальгезия лабораторных животных, в том числе кроликов, изучена в значительной степени. Для определения эффективности анальгетиков была разработана система оценки боли, хотя индивидуальные особенности могут влиять на восприятие боли, особенно средней интенсивности. Дозы препаратов, требующиеся для обеспечения анальгезии, зависят от раздражителя [7, 8], поэтому необходимо следить за кроликом и определять его реакцию на анальгезию. Боль – это состояние, угрожающее жизни кролика, поэтому все кролики, испытывающие боль, должны быть обеспечены анальгезией.

Анальгезия – это “отсутствие болевой чувствительности или облегчение боли без утраты сознания” [2, 7]. В ответ на боль и другие стресс-факторы освобождаются эндогенные опиоиды и уменьшают болевую чувствительность. Воспаление или гипоксия в месте повреждения приводят к освобождению ноцицептивных веществ, таких как кинины, которые, в свою очередь, стимулируют образование простагландинов.

Опиоидные анальгетики – препараты центрального действия, используемые при сильном болевом синдроме, оказывают специфическое влияние на центральную нервную систему. Фармакологические эффекты связаны с влиянием на опиоидные рецепторы ЦНС. Разнообразные опиоидные рецепторы обнаружены в головном мозге, спинном мозге и в других тканях, в том числе и в желудочно-кишечном тракте. Опиоиды вызывают определенный эффект в зависимости от типа рецепторов, и в их действии имеются видовые различия:

– µ- (mu) рецепторы главным образом отвечают за супраспинальную анальгезию, эйфорию, угнетение дыхания и вызывают у человека физическую зависимость;

– к- (kappa) рецепторы в основном отвечают за спинальную анальгезию, миоз и седацию [6];

– σ- (sigma) рецепторы отвечают за дисфорию (угрюмое, ворчливо-раздражительное, злобное настроение с повышенным беспокойством в ответ на любой внешний раздражитель), галлюцинации, возбуждение дыхания и различные вазомоторные эффекты.

Другие рецепторы, такие как δ- (delta) рецепторы, имеются в различных тканях [14]. Воздействие на µ- и к-рецепторы наиболее важно для облегчения боли.

Другие воздействия, такие как угнетение дыхания, седация или воздействие на моторику желудочно-кишечного тракта, могут быть или не быть полезными в зависимости от ситуации, когда эти препараты применяются [12].

У кроликов наркотические анальгетики используются для обеспечения анальгезии и, в некоторых случаях, для анестезии [13]. Их также можно применять после анестезии для продления анальгетического эффекта. С другой стороны, наркотические анальгетики вызывают у кроликов угнетение дыхания и психики, гипотермию и брадикардию.

Бупренорфин (Buprenorphine) – сильный, длительно действующий анальгетик, частичный опиоидный агонист. У кроликов используется для длительной анальгезии с целью устранения острой или хронической боли в области внутренних органов в дозе 0,02-0,05 мг/кг перорально или внутримышечно каждые 6-12 часов; 0,5 мг/кг ректально каждые 12 часов [1]. Бупренорфин также применяют для предотвращения угнетающего воздействия на дыхание фентанила после операций, когда для наркоза используют комбинацию фентанил/флюанизон и бензодиазепины [9].

Буторфанол (Butorphanol) – синтетический агонист-антагонист опиоидных рецепторов. У кроликов буторфанол обеспечивает анальгезию и легкую седацию, не вызывает угнетение дыхания, если не использовать высокие дозы [19]. Применяют для снятия послеоперационной боли в дозе 0,4 мг/кг перорально каждые 4-6 часов [1].

Исследованиями доказано, что использование высоких доз буторфанола вызывает меньший анальгетический эффект, чем более низких [19, 28]. Период полувыведения буторфанола у кроликов в дозе 0,5 мг/кг составляет 1,64 часа после внутривенного применения и 3,16 часа после подкожного [21]. Буторфанол можно использовать для устранения угнетающего воздействия на дыхание µ-агонистов, таких как фентанил, морфин и пефидин.

Трамадол (Tramadol) – опиоидный анальгетик, производное циклогексанола. Неселективный агонист µ-, δ- и к-рецепторов в ЦНС. Представляет собой рацемат (+) и (-) изомеров (по 50%), которые различным образом участвуют в обезболивающем воздействии. Изомер (+) является чистым агонистом опиоидных рецепторов, имеет невысокий тропизм и не обладает выраженной селективностью по отношению к различным подтипам рецепторов. Изомер (-), угнетая нейрональный захват норадреналина, активирует нисходящие норадренергические влияния. Благодаря этому нарушается передача болевых импульсов в желатиновую субстанцию спинного мозга, что вызывает седативный эффект [20]. В терапевтических дозах практически не угнетает дыхание. Оказывает противокашлевое действие. Более 80% трамадола выделяется у кроликов через почки [17]. После перорального применения трамадола в дозе 11 мг/кг побочных эффектов не возникало. Период полувыведения составлял 145,4 +/- 81,0 минут; максимальная концентрация в плазме крови 135,3 +/- 89,1 нг/мл [26]. Рекомендуемая для кроликов доза – 2,0-4,0 мг/кг каждые 12 часов.

Фентанил/флюанизон (Fentanyl/fluanisone). Фентанил – сильный опиоидный агонист, действующий преимущественно на µ-рецепторы и вызывающий анальгезию, угнетение дыхания и – у людей – эйфорию. По силе анальгетического действия в 20-100 раз превышает морфин [10]. Его анальгетический эффект усиливается флюанизоном, который также снимает угнетающее воздействие на дыхание. По мнению многих авторов, это лучший препарат, используемый у кроликов для седации и анестезии, глубокая анальгезия продолжается 3 часа после введения [9]. Комбинацию фентанил/флюанизон используют для премедикации, седации и сильной анальгезии или, в сочетании с мидазоламом, для анестезии.

В некоторых случаях альтернативой опиоидным анальгетикам могут быть нестероидные противовоспалительные средства (НПВС), которые ингибируют синтез циклооксигеназы, простагландинов и сходных с ними веществ. Циклооксигеназа – это фермент, способствующий образованию простагландинов из арахидоновой кислоты клеточных мембран. Существует два изомера циклооксигеназы: COX-1 и COX-2. Все НПВС обладают анальгезирующими, антипиретическими и противовоспалительными свойствами. Их потенциальный токсический эффект связан с изомерами циклооксигеназы. COX-1 обладает рядом физиологических свойств, и ингибирование COX-1 считается причиной большинства токсических эффектов НПВС. COX-2 образуется в местах воспаления под действием медиаторов воспаления [1, 24].

Карпрофен меньше ингибирует циклооксигеназу и поэтому менее токсичен, он имеет другой механизм действия. Структура молекулы также влияет на фармакологическое действие, особенно НПВС, относящихся к группе 2-arylproprionic acid subgroup (производные пропионовой кислоты: карпрофен, кетопрофен и ведапрофен). У некоторых видов животных их метаболизм имеет отличия. Обычно интервал применения НПВС у новорожденных и старых животных должен быть больше для снижения токсичности [24].

Подавление нормальной регуляции простагландинами может привести к недостаточной перфузии в почках у гипотензивных пациентов и к острой почечной недостаточности. Такое случается во время анестезии, особенно если есть значительная кровопотеря, тогда следует поддерживать кровяное давление введением необходимого количества растворов. Желательно делать 24-часовой перерыв между применением НПВС разных типов.

НПВС могут использоваться для послеоперационной анальгезии и лечения хронических остеоартритов. Действие НПВС на синтез простагландинов у кроликов значительно. Простагландины стимулируют выделение у кроликов мягкого кала, ингибируя перистальтику проксимального отдела кишечника и стимулируя моторику дистальных отделов.

Аспирин (Aspirin) ингибирует циклооксигеназу, что приводит к уменьшению синтеза простагландинов и тромбоксантов, уменьшает агрегацию тромбоцитов и воспаление. Аспирин – эффективный анальгетик для кроликов [22], он применяется как средство первой помощи, поэтому многие владельцы кроликов имеют его у себя дома. Доза для перорального применения составляет 100 мг/кг. Максимальная концентрация в сыворотке крови у кроликов достигается через 1-2 часа. Аспирин может вызывать уменьшение количества тромбоцитов и тенденцию к кровотечению у лабораторных кроликов [29]. Анальгезирующие свойства слабее по сравнению с некоторыми другими НПВС, такими как карпрофен и флуниксин.

Карпрофен (Carprofen) – слабый ингибитор циклооксигеназы с низким соотношением COX-1:COX-2 и минимальным токсическим эффектом. Карпрофен в связи с его доступностью можно назначать после хирургических операций всем пациентам. Хотя он может применяться перорально (1,5 мг/кг 2 раза в день), исследования показали, что лучше вводить его подкожно или внутривенно (2-4 мг/кг 1 раз в день) [11].

При подкожном введении могут возникнуть неблагоприятные последствия, связанные с возможным попаданием препарата в дерму. Для снижения количества осложнений необходимо быть уверенным, что препарат попал в подкожную клетчатку, а не в дерму, и сделать массаж области введения препарата после инъекции. Карпрофен особенно показан при острых болях после переломов и травм.

Флуниксин (Flunixin) – мощный ингибитор циклооксигеназы, который успешно используется как противовоспалительное средство у коров и лошадей. Производители не рекомендуют использовать его, пока пациент полностью не вышел из общей анестезии, поскольку этот НПВС может привести к уменьшению почечного кровотока. Он также не может применяться одновременно с другими нефротоксичными препаратами, такими как гентамицин [18]. Флуниксин может быть использован как анальгетик и противовоспалительный препарат у кроликов в дозе 1,1 мг/кг 2 раза в день, подкожно [25].

Представляет интерес возможность применения ингибиторов циклооксигеназы для лечения энтеротоксемии. Elmas M. еt al. (2008) успешно применили с этой целью 2,2 мг/кг флуниксина и 5 мг/кг энрофлоксацина внутривенно [5].

Кетопрофен (Ketoprofen). Применение кетопрофена описано у мелких млекопитающих, включая кроликов [8], он является альтернативой карпрофену и мелоксикаму. Применяют перорально, два раза в день, в дозе 1-3 мг/кг.

Мелоксикам (Meloxicam) – это НПВС с низким отношением COX-1:COX-2 [24]. Он обладает сильным антиартритным действием и небольшой способностью провоцировать появление раздражения желудка у животных, по сравнению с другими НПВС [15]. Исследования его токсичности показали хорошую переносимость и прекрасную устойчивость к нему тканей кроликов [27, 28].

Освобождение желудка от данного препарата и интестинальный транспорт не изменяются от терапевтических доз мелоксикама, за исключением кратковременного воздействия на кислотность желудка. Дозы, существенно превышающие рекомендованные для противовоспалительного действия, не влияли на экскрецию воды, электролитов и креатинина на протяжении всего периода наблюдения. После однократного перорального применения мелоксикама в дозе 0,3 и 1,5 мг/кг максимальная концентрация препарата в плазме достигалась через 6-8 часов и составляла 0,14 и 3,0 мкг/мл соответственно, снижаясь до неопределяемого уровня за 24 часа. При пятидневном применении препарата кумуляции его не наблюдали, для достижения необходимой терапевтической концентрации при применении один раз в день необходимы дозы, превышающие 0,3 мг/кг [27]. Кроликам препарат можно давать с цветочным медом для долгосрочной анальгезии при болезненных состояниях, таких как артрит или спондилез, в дозе 0,1-0,2 мг/кг каждые 12 часов.

Carpenter J. W. еt al. (2009), изучая фармакокинетику мелоксикама у кроликов, установили, что достаточно перорального использования препарата в дозе 0,2-0,3 мг/кг один раз в день, и не обнаружили побочных эффектов, применяя его в течение 10 дней. Максимальная концентрация препарата в плазме в первый день была 0,17 мкг/кг, на 10-й день – 0,24 мкг/кг [3]. Кроме того, Salhab A. S. еt al. (2001) установили, что мелоксикам в дозе 20 мг/кг интраперитонеально ингибирует овуляцию у крольчих при введении через 2 и 5 часов после коитуса [23].

НПВС выбирают с учетом их анальгетической и противовоспалительной активности. Такие препараты, как флуниксин и карпрофен, обеспечивают анальгетическое действие, сравнимое с опиоидными анальгетиками. Leach M. C. еt al. (2009) изучили влияние боли и стресса на поведение кроликов после овариогистерэктомии и возможность применения мелоксикама в послеоперационный период. Установили, что для достаточной анальгезии при повреждении мягких тканей кролику необходимы большие дозы препарата (начальная доза – 1 мг/кг, последующая – 0,5 мг/кг/день) или сочетание мелоксикама с опиоидными анальгетиками [16].

Cooper C. S. еt al. (2009) сравнивали влияние на аппетит кроликов мелоксикама и бупренорфина в течение 7 дней после операции, количество фекалий и мочи, вес тела и уровень анальгезии и пришли к выводу, что мелоксикам является хорошей альтернативой бупренорфину и при его применении риск развития анорексии и желудочно-кишечного стаза минимальный [4].

Для уверенности в адекватности анестезии можно использовать одновременно опиоидные анальгетики и НПВС с минимальной опасностью побочных эффектов.

Когда кролика отдают из стационара, владельца инструктируют о необходимости внимательно наблюдать за поведением питомца, употреблением корма и выделением твердого кала. Кролика необходимо привезти для повторного осмотра, если он не ест более 24 часов. Если владелец кролика не уверен, что кролик ест или его аппетит снижен, необходимо госпитализировать животное для дальнейшего наблюдения. Кролик, который не начинает есть после операции, нуждается в лечении для профилактики или устранения желудочно-кишечного стаза и в пересмотре назначений на послеоперационный период.

Литература

Список

Пламб, Дональд К. Фармакологические препараты в ветеринарной медицине // М., 2002. – 856 с.
Aeschbacher, G. Rabbit anesthesia // Compendium on Continuing Education, 1995, 17, 1003-1011.
Carpenter J. W., Pollock C. G., Koch D. E., Hunter R. P. and multiple-dose pharmacokinetics of meloxicam after oral administration to the rabbit (Oryctolagus cuniculus) // J Zoo Wildl Med. 2009 Dec; 40(4): 601-6.
Cooper C. S., Metcalf-Pate K. A., Barat C. E., Cook J. A., Scorpio D. G. Comparison of side effects between buprenorphine and meloxicam used postoperatively in Dutch belted rabbits (Oryctolagus cuniculus) // J Am Assoc Lab Anim Sci. 2009 May; 48(3): 279-85.
Elmas M., Yazar E., Uney K., Er Karabacak A., Traş B. Pharmacokinetics of enrofloxacin and flunixin meglumine and interactions between both drugs after intravenous co-administration in healthy and endotoxaemic rabbits // Vet J. 2008 Sep; 177(3): 418-24. Epub 2007 Jul 17.
Fujibayashi K., Sakamoto K., Watanabe M., Iizuka Y. Pharmacological properties of R-84760, a novel kappa-opioid receptor agonist // Eur J Pharmacol. 1994 Aug 11; 261(1-2): 133-40.
Flecknell P. A. The relief of pain in laboratory animals // Lab Anim., 1984; 18, 147-160.
Flecknell P. A. Analgesia in small mammals // Sem Avian Exotic Pet Med., 1998; 7, 41-47.
Flecknell P. A., Liles J. H., Wootton R. Reversal of fentanyl/fluanisone neuroleptanalgesia in the rabbit using mixed agonist/antagonist opioids // Lab Anim. 1989 Apr; 23(2): 147-55.
Green C. J. Neuroleptanalgesic drug combinations in the anaesthetic management of small laboratory animals // Lab Anim., 1975; 9, 161-178.
Hawkins M. G., Taylor I. T., Craigmill A. L., Tell L. A. Enantioselective pharmacokinetics of racemic carprofen in New Zealand white rabbits // J Vet Pharmacol Ther. 2008 Oct; 31(5): 423-30.
Hayashida M., Fukunaga A., Fukuda K., Yamazaki S. Y., Arita H., Hanaoka K. A rabbit model for evaluation of surgical anesthesia and analgesia: characterization and validation with isoflurane anesthesia and fentanyl analgesia // J Anesth. 2004; 18(4): 282-91.
Hubbell J. A., Muir W. W. Evaluation of a survey of the diplomates of the American College of Laboratory Animal Medicine on use of analgesic agents in animals used in biomedical re // J Am Vet Med Assoc. 1996 Sep 1; 209(5): 918-21.
Jenkins W. L. Pharmacologic aspects of analgesic drugs in animals: an overview // J Am Vet Med Assoc., 1987; 191, 1231-1240.
Karachalios T., Boursinos L., Poultsides L., Khaldi L., Malizos K. N. The effects of the short-term administration of low therapeutic doses of anti-COX-2 agents on the healing of fracture // An experimental study in rabbits. J Bone Joint Surg Br. 2007 Sep; 89(9): 1253-60.
Leach M. C., Allweiler S., Richardson C., Roughan J. V., Narbe R., Flecknell P. A. Behavioural effects of ovariohysterectomy and oral administration of meloxicam in laboratory housed rabbits // Res Vet Sci. 2009 Oct; 87(2): 336-47. Epub 2009 Mar 19.
Lintz W., Erlaçin S., Frankus